Разработка и валидация методики количественного определения α-соланина, α-чаконина, соланидина в экстрактах из кожуры клубней картофеля клубненосного методом высокоэффективной жидкостной хроматографии и тандемной масс-спектрометрии

Перспективными метаболитами картофеля клубненосного (Solanum tuberosum L., сем. Solanaceae) являются α-соланин, α-чаконин и их агликон соланидин.

Цель. Разработка и валидация методики количественного анализа α-соланина, α-чаконина и соланидина в сухих экстрактах из кожуры клубней картофеля клубненосного методом высокоэффективной жидкостной хроматографии с тандемным масс-селективным детектированием (ВЭЖХ/МС/МС).

Материалы и методы. Анализ выполнялся в градиентном режиме на хроматографе «Ultimate 3000» (ThermoFisher, США) с тандемным масс-селективным детектором TSQ Fortis и колонкой UCT Selectra C18 4,6 мм×100 мм,  3 мкм, 100 Å. В работе использовался электроспрей в положительном режиме ионизации. Для количественного анализа применялись следующие переходы масс: α-соланин – 868,4→398,3 m/z; α-чаконин – 853,4→706,3 m/z;  соланидин − 398,3→98,1 m/z. Переходы масс для внутреннего стандарта фексофенадина: 502,3→171 m/z и 502,3→466,2 m/z. Время анализа составило 10 мин. Разработанные условия хроматографирования были проверены на пригодность. Валидацию проводили по следующим параметрам: специфичность, аналитическая область, линейность, правильность, прецизионность и нижний предел количественного определения.

Результаты. Процедура валидации показала, что методика была селективной, достаточно чувствительной в отношении α-соланина, α-чаконина и соланидина (нижний предел количественного определения составил соответственно 50, 10 и 2 нг/мл), линейна в интервале концентраций соответственно 50–5000, 10–5000 и 2–100 нг/мл, обладала удовлетворительной правильностью (RSD не превышали 7% для каждого из веществ), достаточной презиционностью (для α-соланина RSD не превышало 5%, для α-чаконина, соланидина – не более 10%).

Заключение. Разработана и валидирована методика количественного определения α-соланина, α-чаконина и соланидина в сухих экстрактах, полученных из кожуры клубней картофеля клубненосного, методом ВЭЖХ-МС/МС. Данная методика может быть использована в рутинной практике количественного определения гликоалкалоидов при анализе их содержания в пищевых продуктах и комбинированных лекарственных средствах.

1. Щулькин А.В., Попова Н.М., Черных И.В. Оригинальные и воспроизведенные лекарственные препараты: современное состояние проблемы // Наука молодых (Eruditio Juvenium). – 2016. – №. 2. – С. 30–35.

2. Черных И.В., Кириченко Е.Е., Щулькин А.В., Попова Н.М., Котлярова А.А. Возможности применения некрахмальных полисахаридов растительного происхождения в клинической практике // Российский медико-биологический вестник имени академика И.П. Павлова. – 2018. – Т. 26, № 2. – С. 305–316. DOI: 10.23888/PAVLOVJ2018262305-316

3. Острикова Т.О., Калинкина О.В., Богомолов Н.Г., Черных И.В. Гликоалкалоиды растений семейства пасленовые (f. Solanaceae) как потенциальные лекарственные средства // Химико-фармацевтический журнал. – 2022. – Т. 56, № 7. – С. 25–34. DOI: 10.30906/0023-1134-2022-56-7-25-34

4. Mokgehle T.M., Madala M.,•Gitari W.M., Tavengwa N.T. Effect of Microwave-Assisted Aqueous Two-Phase Extraction of α-Solanine from S. retroflexum and Analysis on UHPLC-qTOF-MS // Food Analytical Methods. – 2022. – Vol. 15, No. 3. – P. 1-13. DOI: 10.1007/s12161-021-02224-9

5. Desai S., Tatke P., Gabhe S. A new validated HPLC-DAD method for estimation of solasodine from Solanum nigrum Linn. extracts and formulations // The Natural Products Journal. – 2014. – Vol. 4, No. 3. – P. 196–200. DOI: 10.2174/2210315504666141017002102

6. Okada K., Matsuo K. Development of New Antibodies and an ELISA System to Detect the Potato Alkaloids α-Solanine and α-Chaconine // Foods. – 2023. – Vol. 12, No.8. – P. 1621. DOI: 10.3390/foods12081621

7. Li P., Jin M. Application of Immunoassay Technology in Food Inspection // Foods. – 2023. – Vol. 12, No. 15. – P. 2923. DOI: 10.3390/foods12152923

8. Sotelo A., Serrano B. High-performance liquid chromatographic determination of the glycoalkaloids α-solanine and α-chaconine in 12 commercial varieties of Mexican potato // Journal of Agricultural and Food Chemistry. – 2000. – Vol. 48, No. 6. – P. 2472–2475. DOI: 10.1021/jf990755t

9. Hussain M.H., Hassoon A.S., Abid F.M. Reversed phase HPLC method for Separation and Identification Of steroidal glycoalkaloids (SGAs) from Form (Solanum) extract // Indian Journal of Public Health Research & Development. – 2018. – Vol. 9, No. 8. – P. 1197. DOI: 10.5958/0976-5506.2018.00893.8

10. Martínez-García I., Gaona-Scheytt C., Morante-Zarcero S., Sierra I. Development of a Green, Quick, and Efficient Method Based on Ultrasound-Assisted Extraction Followed by HPLC-DAD for the Analysis of Bioactive Glycoalkaloids in Potato Peel Waste // Foods. – 2024. – Vol. 13, No. 5. – P. 651. DOI: 10.3390/foods13050651

11. Liu W., Zhang N., Li B., Fan S., Zhao R., Li L.P., Wu G.H., Zhao Y. Determination of α-chaconine and α-solanine in commercial potato crisps by QuEChERS extraction and UPLC-MS/MS // Chemical Papers. – 2014. – Vol. 68, No. 11. – P. 1498–1504. DOI: 10.2478/s11696-014-0617-8

12. Hossain M.B., Rai D.K., Brunton N.P. Optimisation and validation of ultra-high performance liquid chromatographic-tandem mass spectrometry method for qualitative and quantitative analysis of potato steroidal alkaloids // J Chromatogr B Analyt Technol Biomed Life Sci. – 2015. – Vol. 997. – P. 110–115. DOI: 10.1016/j.jchromb.2015.05.033

13. Эпштейн Н.А., Емшанова С.В. О требованиях к пригодности хроматографической системы при контроле качества лекарственных субстанций и препаратов методом ВЭЖХ // Химико-фармацевтический журнал. – 2008. – Т. 42, № 11. – С. 34–40. DOI: 10.33380/2305-2066-2019-8-1-108-112

14. Delbrouck J.A., Desgagné M., Comeau C., Bouarab K., Malouin F., Boudreault P.L. The Therapeutic Value of Solanum Steroidal (Glyco)Alkaloids: A 10-Year Comprehensive Review // Molecules. – 2023. – Vol. 28, No. 13. – P. 4957. DOI: 10.3390/molecules28134957

15. Hassan S.H., Gul S., Zahra H.S., Maryam A., Shakir H.A., Khan M., Irfan M. Alpha Solanine: A Novel Natural Bioactive Molecule with Anticancer Effects in Multiple Human Malignancies // Nutr Cancer. – 2021. – Vol. 73, No. 9. – P. 1541–1552. DOI: 10.1080/01635581.2020.1803932

16. Simonovska B., Vovk I. High-performance thin-layer chromatographic determination of potato glycoalkaloids // J Chromatogr A. – 2000. – Vol. 903, No. 1-2. – P. 219–225. DOI: 10.1016/s0021-9673(00)00900-6

17. Skarkova J., Ostry V., Ruprich J. Instrumental HPTLC determination of α-solanine and α-chaconine in peeled potato tubers // J PC–Journal of Planar Chromatography–Modern TLC. – 2008. – Vol. 21, Issue 2. – P. 113–117. DOI: 10.1556/JPC.21.2008.2.7

18. Driedger D.R., LeBlanc R.J., LeBlanc E.L., Sporns P. A capillary electrophoresis laser-induced fluorescence method for analysis of potato glycoalkaloids based on a solution-phase immunoassay. 1. Separation and quantification of immunoassay products // J Agric Food Chem. – 2000. – Vol. 48, No. 4. – P. 1135–1139. DOI: 10.1021/jf990680t

19. Wan L., Gao H., Gao H., Du R., Wang F., Wang Y., Chen M. Selective extraction and determination of steroidal glycoalkaloids in potato tissues by electromembrane extraction combined with LC-MS/MS. Food Chem. – 2022. – Vol. 367. – P. 130724. DOI: 10.1016/j.foodchem.2021.130724

20. Shakya R., Navarre D.A. Rapid screening of ascorbic acid, glycoalkaloids, and phenolics in potato using high-performance liquid chromatography // J Agric Food Chem. – 2006. – Vol. 54, No. 15. – P. 5253–5260. DOI: 10.1021/jf0605300

21. Sheridan R.S., Kemnah J.L. Glycoalkaloid content in pet food by UPLC-tandem mass spectrometry // J Chromatogr Sci. 2010. – Vol. 48, No. 10. – P. 790–794. DOI: 10.1093/chromsci/48.10.790

22. Razgonova M., Kulikova V., Khodaeva V., Bolotova L., Baigarashev T., Plotnikova N., Zakharenko A., Golokhvas K. Simultaneous Determination of Steroidal Alkaloids and Polyphenol Group from Eight Varieties of Siberian Solanum tuberosum L. through Tandem Mass Spectrometry // Agriculture. – 2023. – Vol. 13, No. 4. – P. 758. DOI: 10.3390/agriculture13040758

23. Taniguchi M, Takamura N, Watanabe T, Ishimaru R, Chinaka S, Miki A, Miyazaki H, Tsuchihashi H, Zaitsu K. Easily Operable Quantification Method of 21 Plant-Derived Alkaloids in Human Serum by Automatic Sample Preparation and Liquid Chromatography-Tandem Mass Spectrometry // Chromatographia. – 2022. – Vol. 85, No. 12. – P. 1051–1063. DOI: 10.1007/s10337-022-04212-5

24. Ларский М.В., Позднякова А.Е., Хаджиева З.Д., Поздняков Д.И. Разработка и валидация методики количественного определения активных фармацевтических субстанций в спрее назальном // Фармация и фармакология. – 2021. – Т. 9, № 4. – С. 266–277. DOI: 10.19163/2307-9266-2021-9-4-266-277

25. Dhalsamant K., Singh C.B., Lankapalli R. A Review on Greening and Glycoalkaloids in Potato Tubers: Potential Solutions // J Agric Food Chem. – 2022. – Vol. 70, No. 43. – P. 13819–13831. DOI: 10.1021/acs.jafc.2c01169