Preview

Фармация и фармакология

Расширенный поиск

ОЦЕНКА ЭФФЕКТИВНОСТИ ГРУППОВОЙ ГОРМОН-РЕГУЛИРУЮЩЕЙ СИНХРОНИЗАЦИИ ОВУЛЯЦИИ У САМОК МЫШЕЙ

https://doi.org/10.19163/2307-9266-2020-8-4-255-262

Полный текст:

Аннотация

Цель. Оценить эффективность гормон-регулирующей синхронизации овуляции у самок мышей, для увеличения количества одновременно оплодотворенных особей и получения потомства в запланированные сроки.

Материалы и методы. Исследование было проведено на 180 самках мышей трех линий – CBA/lac, C57BL/6, BALB/c (n=60), разделенные на три подгруппы: интактные (спаривание без подтверждения фазы эструса) (n=20),цитологическое исследование вагинального секрета перед спариванием с определением фазы эструса(n=20), гормон-регулирующей синхронизации эстрального цикла с введением прогестерона (4,5 мг/100 г) на 1-е и простагландина F2α (0,083 мг/100 г) на 7-е сутки однократно от начала эксперимента с последующим немедленным спариванием(n=20). Запланированной датой родов считались 22 сутки с момента спаривания. Индекс синхронизации овуляции (ИСО) оценивался на 14 сутки с момента спаривания.

Результаты. На 14-й день с начала эксперимента индекс синхронизации овуляции в интактных группах линий CBA/lac, C57BL/6, BALB/c составил 25%, 25%, 40% соответственно. Количество беременных особей на 14 сутки, допущенных к спариванию после установленного эструса методом цитологической оценки вагинального секрета согласно ИСО, составило 65%, 60%, 75% соответственно. В экспериментальных группах ИСО составил 80%, 75%, 100% соответственно. На 22 сутки количество родивших самок линий CBA/lac, C57BL/6, BALB/c в интактных группе составило 3, 1, 3 особи, в контрольных 10, 6, 9, а в экспериментальной группе 16, 15, 17 что достоверно выше чем в контрольных и интактных группах (p˂0,05).

Заключение. Гормон-регулирующая синхронизация овуляции у самок мышей достоверно увеличивает количество разродившихся особей на 22 сутки относительно синхронизированных по эструсу животных на 53% и интакта на 85,5%. Выявлено, что дополнительным эффектом гормональной синхронизации овуляции является увеличение количества приплода в 2,2 раза в сравнении с контрольными группами и в 3,9 раз в сравнении с интактными группами. Данный способ планирования сроков рождения потомства экспериментальных животных сокращает временные затраты проведения доклинических исследований лекарственных препаратов по следующим видам оценки токсических эффектов: репродуктивная токсичность, эмбриотоксичность, тератогенность, влияние на фертильность. Кроме того, данный способ расширяет возможности экспериментального моделирования патологий беременности и плода с последующей оценкой их фармакологической коррекции.

Об авторах

В. М. Покровский
Белгородский государственный национальный исследовательский университет
Россия

Владимир М. Покровский – студент 5-го курса Медицинского института 

308015, г. Белгород, ул. Победы, 85



E. A. Патраханов
Белгородский государственный национальный исследовательский университет
Россия

Евгений А. Патраханов – студент 5-го курса Медицинского института 

308015, г. Белгород, ул. Победы, 85



П. Р. Лебедев
Белгородский государственный национальный исследовательский университет
Россия

Петр Р. Лебедев – студент 5-го курса Медицинского института 

308015, г. Белгород, ул. Победы, 85



А. В. Белашова
Белгородский государственный национальный исследовательский университет
Россия

Анастасия В. Белашова – студентка 4-го курса Медицинского института 

308015, г. Белгород, ул. Победы, 85



А. Ю. Карагодина
Белгородский государственный национальный исследовательский университет
Россия

Анастасия Ю. Карагодина – студентка 5-го курса Медицинского института 

308015, г. Белгород, ул. Победы, 85



А. А. Шабалин
ФГБОУ ВО «Курский государственный медицинский университет»
Россия

Алексей А. Шабалин – студент 5-го курса 

305041, г. Курск, ул. К. Маркса, 3



А. В. Нестеров
Белгородский государственный национальный исследовательский университет
Россия

Аркадий В. Нестеров – кандидат медицинских наук, доцент кафедры патологии 

308015, г. Белгород, ул. Победы, 85



В. А. Марковская
Белгородский государственный национальный исследовательский университет
Россия

Вера А. Марковская – кандидат биологических наук, доцент кафедры патологии 

308015, г. Белгород, ул. Победы, 85



М. В. Покровский
Белгородский государственный национальный исследовательский университет
Россия

Михаил В. Покровский – доктор медицинских наук, профессор кафедры фармакологии и клинической фармакологии, руководитель НИИ Фармакологии живых систем 

308015, г. Белгород, ул. Победы, 85



Список литературы

1. Åhlgren J., Voikar V. Experiments done in Black-6 mice: what does it mean? Lab Anim (NY). 2019. V. 48, N 6. P. 171–180. DOI: 10.1038/s41684-019-0288-8

2. Mayer B., Stahl V., Kron M. The use of gatekeeping procedures in the statistical planning of animal experiments. Altern Lab Anim. 2017. V. 45, N 6. P. 317–328. DOI: 10.1177/026119291704500608

3. McLean A.C., Valenzuela N., Fai S., Bennet S.A. Performing vaginal lavage, crystal violet staining, and vaginal cytological evaluation or mouse estrous cycle staging identification. J Vis Exp. 2012.V. 15, N 67. e4389.

4. Ekambaram G., SKS K., Joseph L.D. Comparative Study on the Estimation of Estrous Cycle in Mice by Visual and Vaginal Lavage Method. J Clin Diagnostic Res. 2017. V. 11, N 1. AC05–AC07.

5. Regidor P.A. Clinical relevance in present day hormonal contraception. Horm Mol Biol Clin Investig. 2018. V. 37, N 1. DOI:10.1515/hmbci-2018-0030

6. C.E.P. Leonardi L.F.M., Pfeifer M.I.B., Rubin J., Singh R.J., Mapletoft G.A., Pessoa A.M., Bainy C.A.M. Silva. Prostaglandin F2α promotes ovulation in prepubertal heifers Theriogenology. 2012. V. 78, N 7. P. 1578–82. DOI: 10.1016/j.theriogenology

7. Pinaffi F.L.V., Araujo E.R., Ginther O.J. Role of luteal biosynthesis of prostaglandin F2α on function and structure of the corpus luteum during luteolysis in heifers. Domest Anim Endocrinol. 2018. N 63. P.10–14. DOI: 10.1016/j.domaniend

8. Auta T., Hassan A.T. Alteration in oestrus cycle and implantation in Mus musculus administered aqueous wood ash extract of Azadirachta indica (neem) Asian Pacific J Reproduction. 2016. V. 5, N 3. P. 188–192. DOI: 10.1016/j.apjr.2016.03.003

9. Гайдай Е.А., Гайдай Д.С. Генетическое разнообразие экспериментальных мышей и крыс: история возникновения, способы получения и контроля. Лабораторные животные для научных исследований. 2019. – № 4. – 9 с. DOI: 10.29926/2618723X-2019-04-09

10. Achiraman S., Archunan G., Sankar Ganesh D., Rajagopal T., Rengarajan R.L., Kokilavani P., Kamalakkannan S., Kannan S. Biochemical analysis of female mice urine with reference to endocrine function: a key tool for estrus detection. Zool Sci. 2011. N 28. P. 600–605. DOI: 10.2108/zsj.28.600

11. Barret K.E., Barman S.M., Boitano S., Brooks H.L. Reproductive development and function of the female reproductive system. In: Ganong’s review of medical physiology. 24th edition, McGraw Hill Education.

12. Cora M.C., Kooistra L., Travlos G. Vaginal cytology of the laboratory rat and mouse: review and criteria for the staging of the estrous cycle using stained vaginal smears. Toxicol Pathol. 2015. V. 43. P. 776–793. DOI: 10.1177/0192623315570339

13. Barbieri R.L. The endocrinology of the menstrual cycle. Methods Mol Biol. 2014. V. 1154. P. 145–169. DOI: 10.1007/978-1-4939-0659-8_7

14. 14. Robker R.L., Akison L.K., Russell D.L. Control of oocyte release by progesterone receptor-regulated gene expression. Nucl Recept Signal. 2009. V. 7. e012.

15. Snyder B.W., Beecham G.D., Schane H.P. Inhibition of ovulation in rats with epostane, an inhibitor of 3 betahydroxysteroid dehydrogenase. Proc Soc Exp Biol Med. 1984. V. 176. P. 3238–242.

16. Loutradis D., Bletsa R., Aravantinos L., Kallianidis K., Michalas S., Psychoyos A. Preovulatory effects of the progesterone antagonist mifepristone (RU486) in mice. Hum Reprod. 1991. V. 6, N 9. P. 1238–1240.

17. Pall M., Mikuni M., Mitsube K., Brännström M. Time-dependent ovulation inhibition of a selective progesterone-receptor antagonist (Org 31710) and effects on ovulatory mediators in the in vitro perfused rat ovary. Biol Reprod. 2000. V. 63, N 6. P. 1642–1647.

18. Robker R.L., Russell D.L., Espey L.L., Lydon J.P., O’Malley B.W., Richards J.S. Progesterone-regulated genes in the ovulation process: ADAMTS-1 and cathepsin L proteases. Proc Natl Acad Sci USA. 2000. V. 97, N 9. P. 4689–4694.

19. Bishop C.V., Hennebold J.D., Kahl C.A., Stouffer R.L. Knockdown of progesterone receptor (PGR) in macaque granulosa cells disrupts ovulation and progesterone production. BiolReprod. 2016;94(5):109.

20. Методические указания по изучению эмбриотоксического действия фармакологических веществ и влияния их на репродуктивную функцию // Изд-во М.: Фармакологический комитет, 1986. – 25 с.

21. Довжикова И.В., Луценко М.Т. Современные представления о роли прогестерона (обзор литературы) // Бюл. физ. и пат. дых. 2016. Т. 1, № 60.


Для цитирования:


Покровский В.М., Патраханов E.A., Лебедев П.Р., Белашова А.В., Карагодина А.Ю., Шабалин А.А., Нестеров А.В., Марковская В.А., Покровский М.В. ОЦЕНКА ЭФФЕКТИВНОСТИ ГРУППОВОЙ ГОРМОН-РЕГУЛИРУЮЩЕЙ СИНХРОНИЗАЦИИ ОВУЛЯЦИИ У САМОК МЫШЕЙ. Фармация и фармакология. 2020;8(4):255-262. https://doi.org/10.19163/2307-9266-2020-8-4-255-262

For citation:


Pokrovsky V.M., Patrakhanov E.A., Lebedev P.R., Belashova A.V., Karagodina A.Yu., Shabalin A.A., Nesterov A.V., Markovskaya V.A., Pokrovsky M.V. ESTIMATION OF THE EFFICIENCY OF HORMONE-REGULATING SYNCHRONIZATION OF OVULATION IN FEMALE MICE. Pharmacy & Pharmacology. 2020;8(4):255-262. https://doi.org/10.19163/2307-9266-2020-8-4-255-262

Просмотров: 269


Creative Commons License
Контент доступен под лицензией Creative Commons Attribution 4.0 License.


ISSN 2307-9266 (Print)
ISSN 2413-2241 (Online)