Метаболомное исследование кардиотоксичности лекарственных препаратов на зебрафиш в качестве модельного организма: эндотелиaльная и митохондриальная дисфункция, окислительный стресс

Цель. Исследовать изменения метаболомного профиля эмбрионов Данио-рерио (зебрафиш) при воздействии лекарственных препаратов с известными рисками кардиотоксичности — ацетаминофена, карбамазепина, сальбутамола, кеторолака, бисопролола и метопролола. Анализ нацелен на выявление изменений в уровне аминокислот (в том числе с разветвлённой цепью — ВСАА), продуктов карнитинового обмена (ацилкарнитинов) и связанных метаболических индексов, отражающих митохондриальную дисфункцию, оксидативный стресс и нарушения сигнального пути оксида азота.

Материалы и методы. Эмбрионы Данио-рерио инкубировали с исследуемыми веществами в градиенте концентраций (0,5–10×NOEC). Проводился количественный целевой метаболомный анализ методом высокоэффективной жидкостной хроматографии — тандемной масс-спектрометрии (HPLC–MS/MS) с панелью из 98 метаболитов (аминокислоты, продукты обмена оксида азота, витамины, нуклеозиды и ацилкарнитины). Полученные концентрации метаболитов сравнивали с контролем (0,1% ДМСО). Статистически значимые отклонения выражали как отношение концентрации к контролю в логарифмическом масштабе по основанию 2 (log2FC).

Результаты. Выявлены изменения концентраций ключевых метаболитов под влиянием кардиотоксичных лекарственных препаратов. Наблюдалось накопление ВСАА (сумма лейцин, изолейцин, валин; log2FC≈0,5–2,2; p <0,05) по сравнению с контролем, а также повышение уровня ацилкарнитинов, указывающее на митохондриальную дисфункцию: так, метопролол и бисопролол вызывали увеличение соотношения суммы ацилкарнитинов к свободному карнитину более чем в 4–6 раз (log2FC=+3,8 для бисопролола и –1,27 для метопролола; p <0,01), а также накопление длинноцепочечных ацилкарнитинов. Отмечены выраженные изменения показателей, связанных с оксидативным стрессом: в образцах после воздействия β1-блокаторов (бисопролол, метопролол) и кеторолака повышалась концентрация метионин-сульфоксида (на 80–130%, p <0,01) — продукта окисления метионина, и соотношение метионин-сульфоксид/метионин, тогда как при воздействии сальбутамола, напротив, уровень метионин-сульфоксида снижался (–120%, p <0,01), указывая на разнонаправленное влияние на окислительный статус. Нарушения сигнального пути оксида азота отразились в повышении уровня асимметричного диметиларгинина.

Заключение. Каждое из проанализированных соединений вызывало специфический метаболический «отпечаток» в образцах Данио-рерио, отражающий механизмы их кардиотоксичности. Повышение уровня ВСАА и связанных показателей указывает на нарушение энергетического обмена миокарда, накопление длинноцепочечных ацилкарнитинов свидетельствует о неполном β-окислении жирных кислот. Рост концентрации ADMA ассоциирован с эндотелиальной дисфункцией, а увеличение метионин-сульфоксида — с усилением оксидативного стресса.

1. Onakpoya I.J., Heneghan C.J., Aronson J.K. Post-marketing withdrawal of 462 medicinal products because of adverse drug reactions: a systematic review of the world literature // BMC Medicine. – 2016. – Vol. 14. – P. 10. DOI: 10.1186/s12916-016-0553-2

2. Ferdinandy P., Baczkó I., Bencsik P., Giricz Z., Görbe A., Pacher P., Varga Z.V., Varró A., Schulz R. Definition of hidden drug cardiotoxicity: paradigm change in cardiac safety testing and its clinical implications // Eur Heart J. – 2018. – Vol. 40, No. 22. – P. 1771–1777. DOI: 10.1093/eurheartj/ehy365

3. Ussher J.R., Elmariah S., Gerszten R.E., Dyck J.R.B. The Emerging Role of Metabolomics in the Diagnosis and Prognosis of Cardiovascular Disease // J Am College Cardiolog. – 2016. – Vol. 68, No. 25. – P. 2850–2870. DOI: 10.1016/j.jacc.2016.09.972

4. Singh A., Bakhtyar M., Jun S.R., Boerma M., Lan R.S., Su L.J., Makhoul S., Hsu P.C. A narrative review of metabolomics approaches in identifying biomarkers of doxorubicin-induced cardiotoxicity // Metabolomics. – 2025. – Vol. 21. – P. 68. DOI: 10.1007/s11306-025-02258-8

5. Rhee E.P., Gerszten R.E. Metabolomics and Cardiovascular Biomarker Discovery // Clin Chem. – 2011. – Vol. 58, No. 1. – P. 139–147. DOI: 10.1373/clinchem.2011.169573

6. Holeček M. Branched-chain amino acids in health and disease: metabolism, alterations in blood plasma, and as supplements // Nutrition & Metabolism. – 2018. – Vol. 15. – P. 33. DOI: 10.1186/s12986-018-0271-1.

7. Gao C., Hou L. Branched chain amino acids metabolism in heart failure // Front Nutrition. – 2023. – Vol. 10. – P. 1279066. DOI: 10.3389/fnut.2023.1279066

8. Kozhevnikova M.V., Belenkov Y.N., Shestakova K.M., Ageev A.A., Markin P.A., Kakotkina A.V., Korobkova E.O., Moskaleva N.E., Kuznetsov I.V., Khabarova N.V., Kukharenko A.V., Appolonova S.A. Metabolomic profiling in heart failure as a new tool for diagnosis and phenotyping // Sci Rep. – 2025. – Vol. 15. – P. 11849. DOI: 10.1038/s41598-025-95553-2

9. Kozhevnikova M.V., Kakotkina A.V., Korobkova E.O., Kuznetsov I.V., Shestakova K.M., Moskaleva N.E., Appolonova S.A., Belenkov Y.N. Metabolomic Panel for the Diagnosis of Heart Failure with Preserved Ejection Fraction // Int J Mol Sci. – 2025. – Vol. 26. – P. 2102. DOI: 10.3390/ijms26052102

10. Aitken-Buck H.M., Krause J., Zeller T., Jones P.P., Lamberts R.R. Long-Chain Acylcarnitines and Cardiac Excitation-Contraction Coupling: Links to Arrhythmias // Front Physiology. – 2020. – Vol. 11. – P. 577856. DOI: 10.3389/fphys.2020.577856

11. Kukharenko A., Brito A., Kozhevnikova M.V., Moskaleva N., Markin P.A., Bochkareva N., Korobkova E.O., Belenkov Y.N., Privalova E.V., Larcova E.V., Ariani A., La Frano M.R., Appolonova S.A. Relationship between the plasma acylcarnitine profile and cardiometabolic risk factors in adults diagnosed with cardiovascular diseases // Clin Chim Acta. – 2020. – Vol. 507. – P. 250–256. DOI: 10.1016/j.cca.2020.04.035

12. Sibal L., Agarwal S.C., Home P.D., Boger R.H. The Role of Asymmetric Dimethylarginine (ADMA) in Endothelial Dysfunction and Cardiovascular Disease // Cur Cardiology Rev. – 2010. – Vol. 6, No. 2. – P. 82–90. DOI: 10.2174/157340310791162659

13. Markin S.S., Ponomarenko E.A., Romashova Y.A., Pleshakova T.O., Ivanov S.V., Bedretdinov F.N., Konstantinov S.L., Nizov A.A., Koledinskii A.G., Girivenko A.I., Shestakova K.M., Markin P.A., Moskaleva N.E., Kozhevnikova M.V., Chefranova Zh.Yu., Appolonova S.A. A novel preliminary metabolomic panel for IHD diagnostics and pathogenesis // Scientific Reports. – 2024. – Vol. 14. – P. 2651. DOI: 10.1038/s41598-024-53215-9

14. Brito-Martins M., Harding S.E., Ali N.N. beta(1)- and beta(2)-adrenoceptor responses in cardiomyocytes derived from human embryonic stem cells: comparison with failing and non-failing adult human heart // Br J Pharmacol. – 2008. – Vol. 153, No. 4. – P. 751–759. DOI: 10.1038/sj.bjp.0707619

15. Asnani A., Moslehi J.J., Adhikari B.B., Baik A.H., Beyer A.M., de Boer R.A., Ghigo A., Grumbach I.M., Jain S., Zhu H.; American Heart Association Council on Basic Cardiovascular Sciences; Cardio-Oncology Science Subcommittee of Council on Genomic and Precision Medicine and Council on Clinical Cardiology; Council on Peripheral Vascular Disease; and Council on Arteriosclerosis, Thrombosis and Vascular Biology. Preclinical Models of Cancer Therapy-Associated Cardiovascular Toxicity: A Scientific Statement From the American Heart Association // Circ Res. – 2021. – Vol. 129, No. 1. – P. e21–e34. DOI: 10.1161/RES.0000000000000473

16. Wang W., Gao X., Liu L., Guo S., Duan J.A., Xiao P. Zebrafish as a Vertebrate Model for High-Throughput Drug Toxicity Screening: Mechanisms, Novel Techniques, and Future Perspectives // J Pharm Analysis. – 2025. – P. 101195. DOI: 10.1016/j.jpha.2025.101195

17. Markin P.A., Brito A., Moskaleva N.E., Tagliaro F., La Frano M.R., Savitskii M.V., Appolonova S.A. Short- and long-term exposures of the synthetic cannabinoid 5F-APINAC induce metabolomic alterations associated with neurotransmitter systems and embryotoxicity confirmed by teratogenicity in zebrafish // Comp Biochem Physiol C Toxicol Pharmacol. – 2021. – Vol. 243. – P. 109000. DOI: 10.1016/j.cbpc.2021.109000

18. Markin P.A., Brito A., Moskaleva N.E., Tagliaro F., Tarasov V.V., La Frano M.R., Savitskii M.V., Appolonova S.A. Short- and medium-term exposures of diazepam induce metabolomic alterations associated with the serotonergic, dopaminergic, adrenergic and aspartic acid neurotransmitter systems in zebrafish (Danio rerio) embryos/larvae // Comp Biochem Physiol Part D Genomics Proteomics. – 2021. – Vol. 38. – P. 100816. DOI: 10.1016/j.cbd.2021.100816

19. Dyballa S., Miñana R., Rubio-Brotons M., Cornet C., Pederzani T., Escaramis G., Garcia-Serna R., Mestres J., Terriente J. Comparison of Zebrafish Larvae and hiPSC Cardiomyocytes for Predicting Drug-Induced Cardiotoxicity in Humans // Toxicol Sci. – 2019. – Vol. 171, No. 2. – P. 283–295. DOI: 10.1093/toxsci/kfz165

20. Zakaria Z.Z., Benslimane F.M., Nasrallah G.K., Shurbaji S., Younes N.N., Mraiche F., Da’as S.I., Yalcin H.C. Using Zebrafish for Investigating the Molecular Mechanisms of Drug-Induced Cardiotoxicity // BioMed Res Int. – 2018. – Vol. 2018. – P. 1642684. DOI: 10.1155/2018/1642684

21. Tusher V.G., Tibshirani R., Chu G. Significance analysis of microarrays applied to the ionizing radiation response // Proc Natl Acad Sci U S A. – 2001. – Vol. 98, No. 9. – P. 5116–5121. – DOI: 10.1073/pnas.091062498

22. Morris C.R., Hamilton-Reeves J., Martindale R.G., Sarav M., Ochoa Gautier J.B. Acquired amino acid deficiencies: a focus on arginine and glutamine // Nutr Clin Pract. – 2017. – Vol. 32, Suppl. 1. – P. 30S–47S.

23. Rees C.A., Rostad C.A., Mantus G., Anderson E.J., Chahroudi A., Jaggi P., Wrammert J., Ochoa J.B., Ochoa A., Basu R.K., Heilman S., Harris F., Lapp S.A., Hussaini L., Vos M.B., Brown L.A., Morris C.R. Altered amino acid profile in patients with SARS-CoV-2 infection // Proc Natl Acad Sci U S A. – 2021. – Vol. 118, No. 25. – P. e2101708118.

24. Masoodi M., Gastaldelli A., Hyötyläinen T., Arretxe E., Alonso C., Gaggini M., Brosnan J., Anstee Q.M., Millet O., Ortiz P., Mato J.M., Dufour J.F., Orešič M. Metabolomics and lipidomics in NAFLD: biomarkers and non-invasive diagnostic tests // Nat Rev Gastroenterol Hepatol. – 2021. – Vol. 18, No. 12. – P. 835–856. DOI: 10.1038/s41575-021-00502-9

25. Leonetti S., Herzog R.I., Caprio S., Santoro N., Tricò D. Glutamate–serine–glycine index: a novel potential biomarker in pediatric non-alcoholic fatty liver disease // Children. – 2020. – Vol. 7, No. 12. – P. 270.

26. Da Silva K.M., Iturrospe E., Bars C., Knapen D., Van Cruchten S., Covaci A., Van Nuijs A.L.N. Mass spectrometry-based zebrafish toxicometabolomics: a review of analytical and data quality challenges // Metabolites. – 2021. – Vol. 11, No. 9. – P. 635. DOI: 10.3390/metabo11090635

27. Moskaleva N.E., Shestakova K.M., Kukharenko A.V., Markin P.A., Kozhevnikova M.V., Korobkova E.O., Brito A., Baskhanova S.N., Mesonzhnik N.V., Belenkov Y.N., Pyatigorskaya N.V., Tobolkina E., Rudaz S., Appolonova S.A. Target Metabolome Profiling-Based Machine Learning as a Diagnostic Approach for Cardiovascular Diseases in Adults // Metabolites. – 2022. – Vol. 12, No. 12. – P. 1185. DOI: 10.3390/metabo12121185

28. Drygała S., Radzikowski M., Maciejczyk M. β-blockers and metabolic modulation: unraveling the complex interplay with glucose metabolism, inflammation and oxidative stress // Front Pharmacol. – 2024. – Vol. 15. – P. 1489657.DOI: 10.3389/fphar.2024.1489657

29. Förstermann U., Sessa W.C. Nitric oxide synthases: regulation and function // European Heart Journal. – 2012. – Vol. 33, No. 7. – P. 829–837. DOI: 10.1093/eurheartj/ehr30

30. Adding L.C., Agvald P., Artlich A., Persson M.G., Gustafsson L.E. Beta-adrenoceptor agonist stimulation of pulmonary nitric oxide production in the rabbit // Br J Pharmacol. – 1999. – Vol. 126, No. 3. – P. 833–839. – DOI: 10.1038/sj.bjp.0702369

31. Cheng M.L., Wang C.H., Shiao M.S., Liu M.H., Huang Y.Y., Huang C.Y., Mao C.T., Lin J.F., Ho H.Y., Yang N.I. Metabolic disturbances identified in plasma are associated with outcomes in patients with heart failure: diagnostic and prognostic value of metabolomics // J Am Coll Cardiol. – 2015. – Vol. 65, No. 15. – P. 1509–1520. DOI: 10.1016/j.jacc.2015.02.018

32. Sabbatino F., Conti V., Liguori L., Polcaro G., Corbi G., Manzo V., Tortora V., Carlomagno C., Vecchione C., Filippelli A., Pepe S. Molecules and mechanisms to overcome oxidative stress inducing cardiovascular disease in cancer patients // Life. – 2021. – Vol. 11, No. 2. – P. 105. DOI: 10.3390/life11020105

33. Ramachandran A., Duan L., Akakpo J.Y., Jaeschke H. Mitochondrial dysfunction as a mechanism of drug-induced hepatotoxicity: current understanding and future perspectives // J Clin Translat Res. – 2018. – Vol. 4, No. 1. – P. 75–100. DOI: 10.18053/jctres.04.201801.005

34. Bashir S., Morgan W.A. Inhibition of mitochondrial function: An alternative explanation for the antipyretic and hypothermic actions of acetaminophen // Life Sci. – 2023. – Vol. 312. – P. 121194. DOI: 10.1016/j.lfs.2022.121194

35. Hosohata K. Role of Oxidative Stress in Drug-Induced Kidney Injury // Int J Mol Sci. – 2016. – Vol. 17, No. 11. – P. 1826. DOI: 10.3390/ijms17111826.

36. Fine K.S., Wilkins J.T., Sawicki K.T. Circulating branched chain amino acids and cardiometabolic disease // J Am Heart Association. – 2024. – Vol. 13. – P. e031617. DOI: 10.1161/JAHA.123.031617

37. Truby L.K., Regan J.A., Giamberardino S.N., Ilkayeva O., Bain J., Newgard C.B., O’Connor C.M., Felker G.M., Kraus W.E., McGarrah R.W., Shah S.H. Circulating long chain acylcarnitines and outcomes in diabetic heart failure: an HF-ACTION clinical trial substudy // Cardiovasc Diabetol. – 2021. – Vol. 20, No. 1. – P. 161. DOI: 10.1186/s12933-021-01353-z